不同人測定的病毒滴度往往不完全相同，可能是測定方法不同引起的，也可能是病毒降解引起的。我們采用不同的方法測量不同類型的病毒的滴度，詳情請閱讀“VectorBuilder是如何測定病毒滴度的?”。

如果您測定的病毒滴度與我們測定的結(jié)果差別明顯，有可能是采用了不同的分析方法。例如，我們采用p24 ELISA法測定慢病毒滴度，而一些實驗室喜歡采用更經(jīng)濟(jì)的測定慢病毒的RNA的qPCR方法。有些實驗室也喜歡采用更為直接的方法，例如FACS或定量菌落形成單位法。不同的測定方法各有利弊，得到的慢病毒滴度值也各不相同。

即使采用相同的方法，由于其他因素的影響，病毒滴度也會而存在差異，比如不同的實驗?zāi)Ｐ?、采用不同的試劑或者實驗室所用儀器的靈敏度問題等。一些常見例子，如Polybrene在慢病毒轉(zhuǎn)導(dǎo)實驗中的不恰當(dāng)使用（Polybrene可能對某些細(xì)胞類型有毒性），或者所使用的細(xì)胞或者物種不能被病毒有效感染。另一類潛在問題是試劑或者檢測儀器（例如,顯微鏡）的靈敏度不足以鑒定單個病毒的整合事件，導(dǎo)致病毒滴度被低估。個別情況是滴度測定方案中一些小的技術(shù)細(xì)節(jié)也會對病毒滴度值產(chǎn)生很大的影響。例如，AAV滴度測定通常采用qPCR方法，主要原理是對病毒液中病毒基因組的拷貝數(shù)進(jìn)行定量檢測，qPCR引物靶位點的選擇對于精確評估AAV滴度非常關(guān)鍵。在我們的AAV滴定方法中，qPCR引物被設(shè)計在AAV ITR元件上，這是業(yè)界最普遍的做法。使用ITR特異性引物測定的病毒滴度與使用靶向其他位置的引物（比如在ITR之間的區(qū)域的引物）測定的結(jié)果差異會很大，這是由于病毒ITR本身序列和位于ITR之間的序列在擴(kuò)增效率上存在差異，這種差異是由ITR存在二級結(jié)構(gòu)引起的。另外，引物退火條件（例如，退火的溫度和退火效率）也被發(fā)現(xiàn)會影響AAV的滴度值。

除滴定方法外，病毒對于保存和操作條件的敏感度也會帶來滴度測定的差異。包膜病毒在反復(fù)凍融或者儲存溫度高于-80°C條件下能快速喪失感染能力。病毒保存液若含有破壞核酸或者影響蛋白結(jié)構(gòu)的成分（例如洗滌劑和核酸酶），都會降低病毒的感染效率。此外，病毒的純度也被認(rèn)為對病毒的穩(wěn)定性有影響。與慢病毒相比，AAV和腺病毒穩(wěn)定性更好，盡管如此，非純化的AAV和腺病毒被發(fā)現(xiàn)有被蛋白酶降解的嫌疑，因此反復(fù)凍融會表現(xiàn)出更低的滴度。

如果您打算在您的研究中使用病毒，我們強(qiáng)烈建議您在自己的實驗?zāi)Ｐ椭袑Σ《具M(jìn)行檢測和優(yōu)化，以更好的展示出每種病毒系統(tǒng)在您研究的特定條件下的表現(xiàn)。